Informacja

Czy oprócz niedoskonałej replikacji DNA istnieją inne mechanizmy mutacji?

Czy oprócz niedoskonałej replikacji DNA istnieją inne mechanizmy mutacji?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Czytałem http://www.askamathematician.com/2012/05/q-is-quantum-randomness-ever-large-enough-to-be-noticed/ i zobaczyłem:

[…] ewolucję całych gatunków można zmienić przez jeden błąd w replikacji nici DNA (jest to jeden z mechanizmów mutacji).

… co sugeruje, że istnieją inne mechanizmy mutacji. Czy oni?


Absolutnie. Promieniowanie jonizujące (promieniowanie rentgenowskie, neutrony, elektrony, ciężkie jony) i niejonizujące (UV), chemikalia itp. są w stanie wywołać uszkodzenie DNA, które jest następnie niedoskonale naprawiane. Nie jest to więc kwestia niedoskonałej replikacji, ale także niedoskonałej naprawy uszkodzeń.


Metylacja DNA nad dubletami CpG może powodować mutację, ponieważ 5mC może ulegać spontanicznej deaminacji i przekształcać się w tyminę.


Pojęcie błędu mutacji pojawia się w kilku kontekstach naukowych, najczęściej w badaniach molekularnych nad ewolucją, gdzie błędy mutacji mogą być przywoływane w celu wyjaśnienia takich zjawisk, jak systematyczne różnice w wykorzystaniu kodonów lub składu genomu między gatunkami. [2] Loci krótkich powtórzeń tandemowych (STR) stosowane w identyfikacji kryminalistycznej mogą wykazywać tendencyjne wzorce wzmocnienia i utraty powtórzeń. [3] W badaniach nad rakiem niektóre typy guzów mają charakterystyczne sygnatury mutacyjne, które odzwierciedlają różnice w udziale szlaków mutacyjnych. Sygnatury mutacyjne okazały się przydatne zarówno w wykrywaniu, jak i leczeniu.

Ostatnie badania nad pojawianiem się oporności na leki przeciwdrobnoustrojowe i przeciwnowotworowe pokazują, że tendencyjność mutacji jest ważnym wyznacznikiem częstości występowania różnych typów opornych szczepów lub nowotworów. [4] [5] W ten sposób wiedza na temat stronniczości mutacji może być wykorzystana do zaprojektowania terapii bardziej odpornych na ewolucję. [4]

Kiedy stronniczość mutacji jest przywoływana jako możliwa przyczyna jakiegoś wzorca asymetrii w ewolucji, alternatywne hipotezy mogą obejmować selekcję, stronniczą konwersję genów i czynniki demograficzne.

W przeszłości, ze względu na techniczną trudność wykrywania rzadkich mutacji, większość prób scharakteryzowania spektrum mutacji opierała się na systemach genów reporterowych lub na wzorcach przypuszczalnie neutralnych zmian w pseudogenach. Niedawno podjęto próbę zastosowania metody MA (akumulacja mutacji) i sekwencjonowania o wysokiej przepustowości (np. [6] ).

Błąd przejścia-przekształcenia Edytuj

Kanoniczne nukleotydy DNA obejmują 2 puryn (A i G) i 2 pirymidyny (T i C). W literaturze poświęconej ewolucji molekularnej termin przemiana służy do zmian nukleotydów w obrębie klasy chemicznej i transwersja dla zmian z jednej klasy chemicznej do drugiej. Każdy nukleotyd podlega jednej przemianie (np. T do C) i dwóm transwersjom (np. T do A lub T do G).

Ponieważ miejsce (lub sekwencja) podlega dwukrotnie większej liczbie transwersji niż przejść, całkowity wskaźnik transwersji dla sekwencji może być wyższy, nawet jeśli wskaźnik przejść jest wyższy w przeliczeniu na ścieżkę. W literaturze poświęconej ewolucji molekularnej odchylenie szybkości na ścieżkę jest zwykle oznaczane przez κ (kappa), tak, że jeśli stopa każdej transwersji wynosi ty, tempo każdego przejścia wynosi u. Wtedy łączny wskaźnik stawki (przejścia do transwersji) wynosi R = (1 * κu) / (2 * u) = κ / 2. Na przykład w drożdżach κ

1.2, [7] zatem zagregowane odchylenie wynosi R = 1,2 / 2 = 0,6, podczas gdy w E. coli, κ

W różnych organizmach mutacje przejściowe występują kilkakrotnie częściej niż oczekiwano w warunkach jednorodności. [8] Tendencja w wirusach zwierzęcych jest czasami znacznie bardziej ekstremalna, np. 31 z 34 mutacji nukleotydowych w niedawnym badaniu HIV było mutacją. [9] Jak wspomniano powyżej, tendencja do przejścia jest słaba u drożdży i wydaje się być nieobecna u konika polnego Podisma pedestris. [10]

Błąd mutacji męskich Edytuj

Edycja definicji

Błąd mutacji męskich jest również nazywany „ewolucją sterowaną przez mężczyzn”. Częstość mutacji męskiej linii płciowej jest na ogół wyższa niż u kobiet. [11] Zjawisko błędu mutacji samców zaobserwowano u wielu gatunków. [12]

Pochodzenie Edytuj

W 1935 brytyjsko-indyjski naukowiec J.B.S. Haldane odkrył, że w hemofilii zaburzenie krzepnięcia krwi wywodzące się z chromosomów X jest spowodowane mutacją w linii zarodkowej ojców. [13] Następnie zaproponował hipotezę, że męska linia płciowa wnosi nadmiernie więcej mutacji do kolejnych pokoleń niż ta w mutacji żeńskiej linii płciowej. [14]

Dowód Edytuj

W 1987 roku Takashi Miyata przy al. opracował podejście do testowania hipotezy Haldane'a. [15] Jeśli α jest stosunkiem częstości mutacji męskich do częstości mutacji żeńskich, Y i X są oznaczane jako częstość mutacji sekwencji sprzężonych z Y i X, obejmuje on, że stosunek częstości mutacji sekwencji sprzężonych z Y do Szybkość mutacji sekwencji to:

Średni stosunek Y/X wynosi 2,25 u wyższych naczelnych. [16] Korzystając z tego równania, możemy oszacować stosunek mutacji męskich do żeńskich α ≈ 6. W niektórych organizmach o krótszym czasie generacji niż ludzie, częstość mutacji u mężczyzn jest również większa niż u kobiet. Ponieważ ich podziały komórkowe u samców zwykle nie są tak duże. Stosunek liczby podziałów komórek rozrodczych z pokolenia na pokolenie u mężczyzn do kobiet jest mniejszy niż u ludzi. [17] [18] [19]

Istnieją również inne hipotezy, które chcą wyjaśnić stronniczość mutacji męskich. Uważają, że może to być spowodowane szybkością mutacji w sekwencji połączonej z Y wyższą niż szybkość mutacji w sekwencji połączonej z chromosomem X. Genom męskiej linii płciowej jest silnie zmetylowany i bardziej skłonny do mutacji niż kobiety. Chromosomy X doświadczają bardziej oczyszczających mutacji selekcyjnych na chromosomach hemizygotycznych. [20] Aby sprawdzić tę hipotezę, ludzie wykorzystują ptaki do badania tempa mutacji. [21] [22] W przeciwieństwie do ludzi samce ptaków są homogametami (WW), a samice heterogametami (WZ). Odkryli, że stosunek liczby samców do samic ptaków w częstości mutacji waha się od 4 do 7. [23] Udowodniono również, że błąd mutacji wynika głównie z większej liczby mutacji męskiej linii płciowej niż samic.

Wyjaśnienie Edytuj

Mutacja to dziedziczna odmiana informacji genetycznej krótkiego regionu sekwencji DNA. Mutacje można podzielić na mutacje zależne od replikacji i mutacje niezależne od replikacji. Dlatego istnieją dwa rodzaje mechanizmów mutacyjnych, które wyjaśniają zjawisko błędu mutacji u mężczyzn.

Mechanizm zależny od replikacji Edytuj

Liczba podziałów komórek rozrodczych u samic jest stała i jest znacznie mniejsza niż u samców. U kobiet większość pierwotnych oocytów powstaje przy urodzeniu. Liczba podziałów komórkowych zachodzących podczas produkcji dojrzałej komórki jajowej jest stała. U mężczyzn w procesie spermatogenezy potrzeba więcej podziałów komórkowych. Mało tego, cykl spermatogenezy nigdy się nie kończy. Spermatogonia będzie nadal dzielić się przez całe produktywne życie samca. Liczba podziałów komórek męskiej linii płciowej podczas produkcji jest nie tylko wyższa niż podziałów komórek żeńskiej linii płciowej, ale także rośnie wraz ze wzrostem wieku mężczyzny. [24]

Można by oczekiwać, że tempo mutacji męskich będzie podobne do tempa podziałów komórek męskiej linii płciowej. Jednak tylko nieliczne gatunki zgadzają się z oszacowaniem tempa mutacji samców. [19] Nawet u tych gatunków stosunek mutacji męskich do żeńskich jest niższy niż stosunek mutacji męskich do żeńskich w liczbie podziałów komórek linii zarodkowej. [25]

Mechanizm niezależny od replikacji Edytuj

Szacunki skośne stosunku częstości mutacji płci męskiej do żeńskiej wprowadzają inny ważny mechanizm, który silnie wpływa na stronniczość mutacji męskich. Mutacje w miejscach CpG powodują przejście z C w T. [26] Te podstawienia nukleotydów C-do-T zachodzą 10-50 razy szybciej niż w miejscach spoczynkowych w sekwencjach DNA, szczególnie prawdopodobnie pojawiły się w męskich i żeńskich liniach zarodkowych. [27] Mutacja CpG ledwie wyraża jakiekolwiek uprzedzenia dotyczące płci ze względu na niezależność replikacji i skutecznie obniża stosunek mutacji męskich do żeńskich. [28] Poza tym mutacje zależne od sąsiadów mogą również powodować błędy w częstości mutacji i mogą nie mieć związku z replikacją DNA. Na przykład, jeśli mutacje powstałe w wyniku działania mutagenów wykazują słabą tendencję do mutacji męskich, takich jak ekspozycja na światło UV. [29]

Podsumowując, stronniczość mutacji męskich wynika głównie z mutacji zależnych od replikacji występujących w męskiej linii zarodkowej w większym stopniu niż w żeńskiej linii zarodkowej, ale mutacje niezależne od replikacji również przyczyniają się do złagodzenia różnicy.

Błąd GC-AT Edytuj

Odchylenie GC-AT to odchylenie z efektem netto na zawartość GC. Na przykład, jeśli witryny G i C są po prostu bardziej zmienne niż witryny A i T, inne rzeczy są równe, spowoduje to presję netto na zawartość GC.

Badania akumulacji mutacji na drożdżach wskazują na około 2-krotną skłonność do AT. [7]

Powszechną ideą w literaturze na temat ewolucji molekularnej jest to, że użycie kodonów i skład genomu odzwierciedlają skutki błędu mutacji, np. użycie kodonów zostało potraktowane modelem mutacji-selekcji-driftu łączącym błędy mutacji, selekcję pod kątem kodonów preferowanych translacyjnie i dryfu . [30] W zakresie, w jakim stronniczość mutacji dominuje w tym modelu, stronniczość mutacji w kierunku GC jest odpowiedzialna za genomy z wysoką zawartością GC, i podobnie uprzedzenie przeciwne jest odpowiedzialne za genomy z niską zawartością GC.

Począwszy od lat 90. stało się jasne, że konwersja genów z tendencją do GC była głównym czynnikiem – wcześniej nieprzewidzianym – wpływającym na zawartość GC w organizmach diploidalnych, takich jak ssaki. [31]

Podobnie, chociaż może się zdarzyć, że skład genomu bakteryjnego silnie odzwierciedla tendencyjność GC i AT, nie wykazano istnienia proponowanych odchyleń mutacyjnych. Rzeczywiście, Hershberg i Petrov [2] sugerują, że mutacje w większości genomów bakteryjnych są ukierunkowane na AT, nawet jeśli genom nie jest bogaty w AT. W związku z tym znaczenie błędów systematycznych GC-AT w wyjaśnianiu efektów kompozycyjnych nie zostało ustalone i jest obszarem trwających badań.


3 fazy procesu replikacji DNA (ze schematem)

Przeczytaj ten artykuł, aby dowiedzieć się o trzech fazach procesu replikacji DNA.

Trzy fazy procesu replikacji to: (1) Inicjacja (2) Elongacja i (3) Zakończenie.

Replikacja u prokariontów i eukariotów przebiega według bardzo podobnych mechanizmów, a zatem większość przedstawionych tu informacji dotyczących replikacji bakterii dotyczy również komórek eukariotycznych.

Składa się z trzech faz, które są wymienione poniżej:

Polega na rozpoznaniu pozycji na cząsteczce DNA, w której rozpocznie się replikacja.

Obejmuje zdarzenia zachodzące w widełkach replikacyjnych, gdzie kopiowane są macierzyste polinukleotydy.

Jest mniej rozumiany. Występuje, gdy cząsteczka rodzicielska została całkowicie zreplikowana.

(a) Inicjacja:

W komórce replikacja DNA rozpoczyna się w określonych miejscach genomu, zwanych “origins”. W przypadku E. coli początkiem replikacji jest sekwencja około 245 par zasad (pz) zwana oriC. Origins zawiera sekwencje DNA rozpoznawane przez białka inicjujące replikację (np. DnaA w E. coli i kompleks Origin Recognition Complex w drożdżach), białka te wiążą się, aby rozpocząć proces replikacji. Białka inicjujące rekrutują inne białka, aby oddzielić dwie nici i zainicjować widełki replikacyjne.

Rozwijanie DNA na początku i synteza nowych nici tworzy widełki replikacyjne. Widelec replikacyjny to struktura, która powstaje podczas replikacji DNA. Powstaje w wyniku działania helikazy, która rozrywa wiązania wodorowe łączące ze sobą dwie nici DNA. Powstała struktura ma dwa rozgałęzienia “końcówki”, z których każdy składa się z pojedynczej nici DNA.

U bakterii, które mają pojedynczy początek replikacji na ich okrągłym chromosomie, proces ten ostatecznie tworzy strukturę “theta” (przypominająca grecką literę theta: 8). W przeciwieństwie do tego, eukarionty mają dłuższe chromosomy liniowe i inicjują replikację w wielu miejscach pochodzenia i których widełki replikacyjne postępują na krótsze odległości. Na przykład drożdże mają około 322 miejsc pochodzenia, co odpowiada 1 miejscu pochodzenia na 36 kb DNA, a ludzie mają około 20 000 miejsc pochodzenia, czyli 1 miejsce pochodzenia na każde 150 kb DNA. Po zainicjowaniu, dwa widełki replikacyjne mogą wyłonić się ze źródła i postępować w przeciwnym kierunku wzdłuż DNA. Replikacja jest zatem dwukierunkowa w przypadku większości genomów (ryc. 3.4).

Inicjacja replikacji DNA w mikroorganizmach (E. coli):

Wiemy znacznie więcej o syntezie DNA u prokariontów niż u eukariontów. Jak już wspomnieliśmy, oriC E.coli obejmuje 245 pz DNA. Analiza sekwencji tego segmentu pokazuje, że zawiera on dwa krótkie motywy powtórzeń, jeden z dziewięciu nukleotydów, a drugi z 13 nukleotydów. Pięć kopii motywu dziewięciu powtórzeń nukleotydowych jest przedstawionych w postaci rozproszonej w oriC.

Regiony te są miejscem wiązania białka zwanego DnaA. Ponieważ istnieje pięć kopii sekwencji wiążących, można sobie wyobrazić, że pięć kopii DnaA przyłącza się do miejsca początkowego, ale w rzeczywistości związane białka DnaA współpracują z niezwiązanymi cząsteczkami, dopóki około 30 kopii nie zostanie związanych z miejscem pochodzenia. Przyłączanie występuje tylko wtedy, gdy DNA jest superskręcone ujemnie, jak to jest w normalnej sytuacji w przypadku chromosomu E. coli.

W wyniku wiązania DnaA podwójna helisa otwiera się (topi się) w tandemowym układzie trzech bogatych w AT, 13 nukleotydowych powtórzeń zlokalizowanych na jednym końcu sekwencji oriC. Dokładny mechanizm nie jest znany, ale wydaje się, że DnaA nie posiada aktywności enzymatycznej potrzebnej do rozbicia par zasad, dlatego zakłada się, że helisa jest topiona przez naprężenia skręcające wprowadzone przez przyłączenie białek DnaA.

Atrakcyjny model wyobraża sobie, że białka DNAA tworzą strukturę podobną do beczki, wokół której nawinięta jest helisa. Topienie helisy jest promowane przez HU, najliczniejsze z białek pakujących DNA E. coli. Topienie helisy inicjuje serię zdarzeń, które tworzą nowe widełki replikacyjne na każdym końcu otwartego regionu. Pierwszym krokiem jest dołączenie kompleksu wstępnego wstępnego w każdej z tych dwóch pozycji.

Każdy kompleks pre-primingowy składa się początkowo z 12 białek, sześciu kopii DnaB i sześciu kopii DnaC, ale DnaC pełni rolę przejściową i jest uwalniany z kompleksu wkrótce po jego utworzeniu, jego funkcją jest prawdopodobnie po prostu wspomaganie przyłączania DnaB .

Ten ostatni to helikaza, enzym, który może rozbijać pary zasad. DnaB zaczyna zwiększać jednoniciowy region w miejscu początkowym, umożliwiając enzymom zaangażowanym w fazę wydłużania replikacji w E. coli, gdy widełki replikacyjne zaczynają odsuwać się od miejsca początkowego i rozpoczyna się kopiowanie DNA.

Rozpoczęcie replikacji DNA w drożdżach:

Początki zidentyfikowane w drożdżach nazywane są sekwencjami replikującymi się autonomicznie lub ARS. Drożdże o nietypowym pochodzeniu są krótsze niż E. coli oriC, zwykle mają mniej niż 200 pz długości. Rozpoznawane są w nim cztery subdomeny.

Dwie z tych subdomen A i B1 – tworzą sekwencję rozpoznawania pochodzenia, odcinek o łącznej długości około 40 pz, który jest miejscem wiązania kompleksu rozpoznawania pochodzenia (ORC), zestawu sześciu białek, które przyłączają się do początek.

ORC zostały opisane jako drożdżowe wersje białek DnaA E. coli, ale ta interpretacja prawdopodobnie nie jest całkowicie poprawna, ponieważ ORC wydają się pozostawać przyłączone do drożdżowego pochodzenia przez cały cykl komórkowy. Są to raczej prawdziwe białka inicjujące. Bardziej prawdopodobne jest, że ORC są zaangażowane w regulację replikacji genomu, działając jako mediatory między początkiem replikacji a sygnałami regulatorowymi, które koordynują inicjację replikacji DNA z cyklem komórkowym.

W drożdżach występują sekwencje podobne do tych z oriC E. coli. To prowadzi nas do dwóch innych konserwatywnych sekwencji typowego pochodzenia drożdżowego, subdomen B2 i B3. Nasze obecne rozumienie sugeruje, że te dwie subdomeny funkcjonują w sposób podobny do pochodzenia E. coli. Subdomena B2 wydaje się odpowiadać macierzy powtórzeń 13-nukleotydowych pochodzenia E. coli, będącej pozycją, w której dwie nici helisy są najpierw rozdzielone.

Topienie to jest indukowane przez stres skrętny wywołany przez przyłączenie białka wiążącego DNA, czynnika wiążącego ARS 1 (ABF1), który przyłącza się do subdomeny B3. Podobnie jak w przypadku E. coli, po stopieniu helisy w miejscu początku replikacji drożdży następuje przyłączenie helikazy i innych enzymów replikacyjnych do DNA, kończąc proces inicjacji i umożliwiając widelcom replikacyjnym rozpoczęcie ich postępu wzdłuż DNA. Pochodzenie replikacji u wyższych eukariontów nie zostało zbytnio poznane.

(b) Wydłużenie:

Po zainicjowaniu replikacji widełki replikacyjne przesuwają się wzdłuż DNA i uczestniczą w syntezie nowej nici. Na poziomie chemicznym zależna od matrycy synteza DNA jest bardzo podobna do zależnej od matrycy syntezy RNA, która zachodzi podczas transkrypcji, ale te dwa procesy są zupełnie inne.

1. Nieciągła synteza nici i problem torowania - Podczas replikacji DNA obie nici podwójnej helisy muszą zostać skopiowane. Jednak enzymy polimerazy DNA są w stanie syntetyzować DNA tylko w kierunku 5′ 3′. Oznacza to, że jedna nić macierzystej podwójnej helisy, zwana nitką wiodącą, może być kopiowana w sposób ciągły, ale replikacja opóźnionej nici musi być przeprowadzona w sposób nieciągły, co skutkuje serią krótkich segmentów, które muszą być połączone razem w celu wytworzenia nienaruszonej nici potomnej.

Te krótkie odcinki polinukleotydów nazywane są fragmentami Okazaki. Fragmenty te zostały po raz pierwszy wyizolowane z bakterii E. coli w 1969 roku. Fragmenty Okazaki mają długość 1000-2000 nukleotydów, ale u eukariontów równoważne fragmenty wydają się być znacznie krótsze, być może krótsze niż 200 nukleotydów.

2. Inną cechą replikacji DNA jest to, że polimeraza DNA nie może zainicjować syntezy DNA na cząsteczce, która jest całkowicie jednoniciowa: musi istnieć krótki jednoniciowy region, aby zapewnić koniec 3′, do którego enzym może dodać nowe nukleotydy. Nukleotydy dodaje się z szybkością 50 000 zasad na minutę. Wybór nukleotydu zależy od charakteru komplementarnego.

Przy tym tempie prawdopodobieństwo błędu wynosi jeden na tysiąc replikowanych par zasad. Jednak rzeczywista stawka jest dość niska (jeden na miliard). Odpowiada to około jednemu błędowi na genom na tysiąc cykli replikacji bakterii. Ten błąd jest dalej korygowany przez korektę (usunięcie niedopasowanego nukleotydu przez polimerazę DNA III). Oznacza to, że potrzebne są startery, jeden do zainicjowania syntezy komplementarnej nici na wiodącym polinukleotydzie i jeden dla każdego segmentu nieciągłego DNA zsyntetyzowanego na opóźnionej nici.

Ponieważ polimeraza DNA nie może poradzić sobie z całkowicie jednoniciową matrycą, polimerazy RNA nie mają pod tym względem trudności, więc startery do replikacji DNA są wykonane z RNA. W bakteriach startery są syntetyzowane przez primase, specjalną polimerazę RNA, przy czym każdy starter ma długość 4-15 nukleotydów i większość zaczyna się od sekwencji 5′-AG-3′. Po zakończeniu startera synteza nici jest kontynuowana przez polimerazę DNA III.

W przypadku eukariontów sytuacja jest bardziej złożona, ponieważ primaza jest ściśle związana z polimerazą DNA a i współpracuje z tym enzymem w syntezie kilku pierwszych nukleotydów nowego polinukleotydu. Ta primaza syntetyzuje starter RNA o 8-12 nukleotydach, a następnie przekazuje polimerazie DNA a, która wydłuża starter RNA przez dodanie około 20 nukleotydów DNA. Po zakończeniu startera DNA-RNA, synteza DNA jest kontynuowana przez główny enzym replikacyjny, polimerazę DNA 5.

Startowanie musi nastąpić tylko raz na nici wiodącej, w miejscu początku replikacji, ponieważ po uruchomieniu, kopia nici wiodącej jest syntetyzowana w sposób ciągły aż do zakończenia replikacji. Na opóźnionej nici torowanie jest powtarzającym się procesem, który musi zachodzić za każdym razem, gdy inicjowany jest nowy fragment Okazaki.

3. Wydłużenie widełek replikacyjnych – Podobnie jak w przypadku przyłączenia helikazy DnaB, po którym następuje wydłużenie stopionego regionu początku replikacji, faza inicjacji kończy się. Gdy helikaza zwiąże się z miejscem początkowym, tworząc kompleks pre-primingowy, zaangażowana jest primase, w wyniku czego powstaje primosom, który inicjuje replikację wiodącej nici. Czyni to poprzez syntezę startera RNA, którego potrzebuje polimeraza DNA III, aby rozpocząć kopiowanie matrycy. Znana jest więcej niż jedna helikaza, a enzym ten, oprócz replikacji, bierze udział w różnych procesach, takich jak transkrypcja, rekombinacja.

4. Komplementarne nici DNA stają się dupleksami. Podczas procesu replikacji lepki jednoniciowy DNA nie może stać się dupleksem przez specjalne białka zwane białkami wiążącymi jednoniciowe (SSB). Po dodaniu 1000-2000 nukleotydów do wiodącej nici, rozpoczęła się synteza opóźnionej nici lub fragmentów Okazaki. Wymaga to również startera RNA i polimerazy DNA III podobnej do nici wiodącej.

5. Polimeraza DNA I bierze udział w usuwaniu startera RNA z fragmentów Okazaki, o aktywności egzonukleazy 5′ → 3′. Lukę utworzoną przez starter wypełnia się przez dodanie nukleotydów na końcu 3′. Szczelina pomiędzy dwoma fragmentami Okazaki jest uszczelniona ligazą DNA przez utworzenie wiązań fosfodiestrowych (ryc. 3.5).

(c) Wypowiedzenie:

Ponieważ bakterie mają koliste chromosomy, zakończenie replikacji następuje, gdy dwa widełki replikacyjne spotykają się na przeciwległym końcu chromosomu rodzicielskiego. E coli regulują ten proces poprzez zastosowanie sekwencji terminacji, które po związaniu przez białko Tus umożliwiają przejście widełek replikacyjnych tylko w jednym kierunku.

W rezultacie widełki replikacyjne są zmuszone do spotkania się zawsze w obrębie regionu terminacji chromosomu. Eukarionty inicjują replikację DNA w wielu punktach chromosomu, więc widełki replikacyjne spotykają się i kończą w wielu punktach chromosomu, które nie są regulowane w żaden szczególny sposób.


Wyróżniony

Najważniejsze

Przez całe nasze życie, od zapłodnionego jaja do dorosłego, nasze komórki muszą dzielić się wielokrotnie. Aby to zrobić, komórki muszą kopiować cały nasz genom składający się z około trzech miliardów par zasad za każdym razem, gdy się dzielą. Specjalne białka łączą się, tworząc maszynerię molekularną zwaną replisomem, która rozwija podwójną helisę DNA w komórce, odsłaniając dwie nici i syntetyzując nową, komplementarną sekwencję DNA dla każdej z nich.

„Wyobraź sobie, że przechodzisz przez miliardy tych małych drabinek w ciągu zaledwie kilku godzin” – mówi Marcus B. Smolka z Biologii Molekularnej i Genetyki. „Replikom musi stworzyć idealną kopię. Jeśli popełni błąd, powstają mutacje lub pęknięcia chromosomów, a to jest cecha charakterystyczna raka”.

ATR — monitorowanie procesu replikacji

Wiele mutacji prowadzących do raka znajduje się w genach wytwarzających białka niezbędne do replikacji i utrzymania genomu. Smolka i jego laboratorium badają klasę białek, znanych jako kinazy, które odgrywają ważną rolę w replikacji genomu. Odkryli szczególnie owocny obszar badań nad kinazą ATR, głównym białkiem monitorującym proces replikacji.

„Jeśli coś pójdzie nie tak, ATR może to wykryć i dotrze do regionu, w którym jest problem” – wyjaśnia Smolka. ATR jest enzymem, więc może modyfikować inne białka, dodając do nich fosforan. Ta fosforylacja uruchamia kaskadę sygnalizacyjną, obwód zdarzeń, który koordynuje wykrywanie i naprawę uszkodzeń, zanim komórka podzieli się na dwie części.

„Zanim zaczęliśmy się temu przyglądać, ludzie myśleli, że ATR działa na ścieżce liniowej, w której celuje w jedno białko, a to białko w inne białko” – mówi Smolka. „Nasza praca zmieniła paradygmat postrzegania działania tej kinazy. To nie jest prosta akcja, to tak naprawdę sieć wydarzeń. ATR fosforyluje setki różnych białek.”

ATR i komórki rakowe

Zrozumienie fundamentalnej roli ATR w replikacji jest ważne dla badań nad rakiem, ponieważ komórki rakowe zależą od ATR znacznie bardziej niż normalne komórki. „Komórki rakowe proliferują znacznie szybciej niż normalne komórki, co powoduje stres w maszynerii replikacji i więcej pęknięć chromosomów, więc uzależniają się od ATR” – mówi Smolka. „Potrzebują go do naprawy szkód. Jeśli nie ma ATR, umrą po jednym cyklu replikacji. Replikacja w normalnych komórkach jest znacznie bardziej regulowana i silna, więc jeśli trochę zahamujesz ATR, normalne komórki nadal będą w porządku”.

Badania Smolki rzucają światło na pracę wykonaną przez innych członków społeczności naukowej, którzy koncentrują się na tworzeniu leków hamujących ATR. Leki te znajdują się obecnie w badaniach klinicznych dotyczących leczenia raka. „Zbadaliśmy działanie inhibitorów ATR i są one bardzo silne” – mówi Smolka. „Problem polega na tym, że naukowcy pracujący nad tworzeniem tych leków widzą ich efekty – komórki rakowe umierają – ale nie rozumieją, w jaki sposób leki robią to, co robią. Nasza praca ujawnia, na jakie procesy wpływają inhibitory”.

Techniki przechwytywania ATR w akcji

Część podstawowych badań Smolki skupia się na działaniu kinaz w drożdżach, które są prostym układem, mającym analogiczne aspekty do biologii człowieka. „Pracujemy na drożdżach, a także w systemach ssaków i liniach komórek ludzkich” – mówi. „Ale o wiele łatwiej jest zmapować działanie tych kinaz i dojść do fundamentalnego zrozumienia tego, co robią w drożdżach. To daje nam potężne miejsce, z którego możemy podejść do zrozumienia ludzkich kinaz”.

Smolka musiała opracować specjalne techniki uchwycenia działania ATR i innych kinaz. Aby określić działanie ATR w komórce, jego laboratorium wykorzystuje spektrometrię mas, która identyfikuje skład chemiczny substancji, oddzielając jony zgodnie z ich różną masą i ładunkiem.

„Możemy rozbijać otwarte komórki i wydobywać fragmenty, które składają się na tysiące białek”, mówi. „Aby dowiedzieć się, co ATR robi w komórkach, jesteśmy w stanie przeanalizować te fragmenty białek i określić, które mają konkretny fosforan używany przez ATR do modyfikacji celu. W ten sposób możemy dokładnie odwzorować, gdzie znajduje się fosforan, i możemy to zrobić w sposób ilościowy. To pozwala nam dokładnie określić, na jakie białka celuje ATR”.

Kluczowe odkrycia dla zrozumienia raka

Kluczowe pytanie, na które Smolka i jego koledzy chcą odpowiedzieć, dotyczy tego, w jaki sposób ATR utrzymuje integralność genomu. W 2017 roku odkryli, że kinaza sprzyja naprawie pęknięć chromosomów w DNA. Kinaza kontroluje białka, które przeprowadzają naprawę poprzez proces homologicznej rekombinacji, w której sekwencje nukleotydowe są wymieniane między podobnymi lub identycznymi cząsteczkami DNA. „To było bardzo ekscytujące odkrycie” – mówi Smolka. „Myślę, że pozwoli nam to zdefiniować mechanizm działania ATR, aby zapobiec pękaniu chromosomów”.

Naukowcy dokonali kolejnego nieoczekiwanego odkrycia, które może również zmienić zasady zrozumienia raka. Odkryli, że ATR może działać na bardzo różne sposoby, w zależności od tego, jak zostanie aktywowany. Kiedy ATR jest aktywowany podczas pęknięcia DNA komórki, promuje naprawę DNA, gdy jest aktywowany w innych miejscach w komórce, nie promuje naprawy, ale zamiast tego umożliwia komórkom szybszą replikację.

„To była nowa funkcja dla ATR, o której wcześniej nie wiedzieliśmy. Może to pomóc wyjaśnić, dlaczego komórki rakowe są uzależnione od ATR”.

„To była nowa funkcja dla ATR, o której wcześniej nie wiedzieliśmy” – mówi Smolka. „Może to pomóc wyjaśnić, dlaczego komórki rakowe są uzależnione od ATR. Ta kinaza nie tylko zapobiega pękaniu chromosomów, ale umożliwia szybsze przejście replikomu przez DNA, dzięki czemu komórki replikują się szybciej. Próbujemy teraz dowiedzieć się, jak to robi.

Skuteczne terapie nowotworowe — możliwe dzięki mapowaniu działania kinaz

ATR to tylko jedna z wielu kinaz, jakie bada Smolka Lab. Naukowcy zwracają uwagę na kilka innych z rodzin VRK i TLK, które również wydają się wpływać na replikację komórek rakowych. Kontynuują również rozwijanie i ulepszanie technologii, których używają do mapowania działania kinaz. Zaczęli używać systemu edycji genetycznej znanego jako CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats), który wykorzystuje nukleazę Cas9 do celowania w określone sekwencje DNA. „Tworzymy ludzkie linie komórkowe, w których możemy usuwać określone kinazy” – wyjaśnia Smolka. „Możemy wtedy przyjrzeć się, jaki zestaw docelowych fosforanów również znika. W ten sposób możemy zmapować, co robi każda kinaza”.

Im więcej naukowcy rozumieją mechanizmy stojące za działaniem kinaz, tym więcej powinno być zastosowań w terapii przeciwnowotworowej. Aby zrozumieć, w jaki sposób komórki replikują się i utrzymują swoją stabilność – i dlaczego komórki rakowe są w tym tak dobre – działanie kinaz musi być rozumiane z bardziej zintegrowanej perspektywy. „Jest wiele pytań dotyczących biologii, na które wciąż nie ma odpowiedzi” – mówi Smolka. „Myślę, że istnieje ogromny potencjał, aby wprowadzić nową technologię, aby zrozumieć te skomplikowane systemy z holistycznej perspektywy, a jednocześnie sprowadzić badania do redukcjonistycznego punktu widzenia i wskazać konkretne wydarzenie. Nasze laboratorium ma niezwykłą zdolność do robienia obu tych rzeczy.


Wstęp

Czynniki zakaźne mogą szybko ewoluować w odpowiedzi na interwencje zdrowotne [1]. Tutaj pytamy, czy adaptacja patogenu do zaszczepionych gospodarzy może spowodować ewolucję bardziej zjadliwych patogenów (zdefiniowanych tutaj jako te, które powodują większą lub szybszą śmiertelność u nieszczepionych gospodarzy).

Szczepienie może pobudzić ewolucję bardziej zjadliwych patogenów w następujący sposób. Zazwyczaj zakłada się, że główną siłą uniemożliwiającą ewolucyjne pojawienie się bardziej zjadliwych szczepów jest to, że zabijają one swoich gospodarzy, a tym samym skracają własne okresy zakaźne. Jeśli tak, utrzymywanie gospodarzy przy życiu za pomocą szczepionek, które zmniejszają chorobę, ale nie zapobiegają infekcji, replikacji i przenoszeniu (tak zwane „niedoskonałe” szczepionki), może umożliwić krążenie bardziej zjadliwych szczepów. Dobór naturalny będzie nawet sprzyjał ich krążeniu, jeśli zjadliwe szczepy mają wyższą transmisję przy braku śmierci gospodarza lub są w stanie lepiej przezwyciężyć odporność gospodarza. Dlatego szczepionki ratujące życie mogą potencjalnie zwiększyć średnią zjadliwość choroby populacji patogenów (oznaczoną na nieszczepionych gospodarzach) [2–4].

Wiarygodność tej koncepcji (zwanej dalej „hipotezą niedoskonałej szczepionki”) została potwierdzona modelami matematycznymi [2,5–9]. Kluczowe znaczenie mają skuteczność i sposób działania. Jeśli szczepionka jest sterylizowana, tak że przenoszenie jest zatrzymane, nie może nastąpić ewolucja. Ale jeśli nie sterylizuje, tak aby naturalnie nabyte patogeny mogły przenosić się od zaszczepionych osobników (co dalej nazywamy „przeciekającą” szczepionką), zjadliwe szczepy będą mogły krążyć w sytuacjach, w których dobór naturalny usunęłaby je kiedyś [2 ]. Tak więc szczepionki przeciw chorobom (te redukujące replikację lub patogeniczność wewnątrz gospodarza) mogą potencjalnie generować ewolucję szkodliwą dla dobrostanu ludzi i zwierząt, szczepionki blokujące infekcję lub przenoszenie nie mają [2–9]. Note that the possibility of vaccine-driven virulence evolution is conceptually distinct from vaccine-driven epitope evolution (antigenic escape), in which variants of target antigens evolve because they enable pathogens that are otherwise less fit to evade vaccine-induced immunity. The evolution of escape variants has been frequently observed [4,10].

The imperfect-vaccine hypothesis attracted controversy [11–14], not least because human vaccines have apparently not caused an increase in the virulence of their target pathogens. But most human vaccines are sterilizing (transmission-blocking) or not in widespread use or only recently introduced [4]. Moreover, unambiguous comparisons of strain virulence and the impact of vaccination on transmission require experimental infections in the natural host—clearly impossible for human diseases. The situation is different for veterinary infections. Here, we report experiments with Marek’s disease virus (MDV), a highly contagious oncogenic herpesvirus that costs the global poultry industry more than $US2 billion annually [15]. We test a key prediction of the imperfect-vaccine hypothesis: that vaccination will elevate the fitness of highly virulent strains above that of less virulent strains.

Chickens become infected with MDV by inhalation of dust contaminated with virus shed from the feather follicles of infected birds. In a contaminated poultry house, chicks are infected soon after hatching and remain infectious for life [16]. The virus can remain infectious in poultry dust for many months [17,18]. As originally described, Marek’s disease (MD) was a paralysis of older birds, but by the 1950s, “acute MD” characterised by lymphomas in multiple organs in younger birds was occurring. This became the dominant form of MD, with increasing virulence, characterised by more severe lymphomas and mortality at increasingly early ages and, under some circumstances, paralysis and death in the first weeks of life, well before lymphoma formation [15,19].

MDV has been evolving in poultry immunized with leaky anti-disease vaccines since the introduction of the first vaccines in 1970 [15,19–24]. All MD vaccines are live viruses administered to 18-day-old embryos or immediately after hatch, and vaccinated birds can become infected and shed wild-type virus [25–28]. Wild-type MD viruses are so-called serotype 1 viruses. First-generation vaccines include a serotype 3 herpesvirus of turkeys called HVT second-generation vaccines are a combination of HVT and SB-1, a serotype 2 isolate. Third-generation vaccines are based on an attenuated serotype-1 virus isolate CVI998, the so-called Rispens vaccine [15,19–24].


Mutations due to Transposable Elements

Transposable elements (TEs) są również znane jako ruchome elementy genetyczne, or more informally as jumping genes. They are present throughout the chromosomes of almost all organisms. These DNA sequences have a unique ability to be cut or copied from their original location and inserted into new locations in the genome. This is called transposition. These insert locations are not entirely random, but TEs can, in principle, be inserted into almost any region of the genome. TEs can therefore insert into genes, disrupting its function and causing a mutation. Researchers have developed methods of artificially increasing the rate of transposition, which makes some TEs a useful type of mutagen. However, the biological importance of TEs extends far beyond their use in mutant screening. TEs are also important causes of disease and phenotypic instability, and they are a major mutational force in evolution.

There are two major classes of TEs in eukaryotes (Figure (PageIndex<3>)).

  • Class I elements include retrotransposons these transpose by means of an RNA intermediate. The TE transcript is reverse transcribed into DNA before being inserted elsewhere in the genome through the action of enzymes such as integrase.
  • Klasa II elements are known also as transpozony. They do not use reverse transcriptase or an RNA intermediate for transposition. Instead, they use an enzyme called transpozaza to cut DNA from the original location and then this excised dsDNA fragment is inserted into a new location. Note that the name transposon is sometimes used incorrectly to refer to any type of TEs, but in this book we use transposon to refer specifically to Class II elements.

TEs are relatively short DNA sequences (100-10,000 bp), and encode no more than a few proteins (if any). Normally, the protein-coding genes within a TE are all related to the TE&rsquos own transposition functions. These proteins may include odwrotna transkryptaza, transposase, and integrase. However, some TEs (of either Class I or II) do not encode any proteins at all. Te non-autonomous TEs can only transpose if they are supplied with enzymes produced by other, autonomiczny TEs located elsewhere in the genome. In all cases, enzymes for transposition recognize conserved nucleotide sequences within the TE, which dictate where the enzymes begin cutting or copying.

The human genome consists of nearly 45% TEs, the vast majority of which are families of Class I elements called LINEs oraz SINEs. The short, Alu type of SINE occurs in more than one million copies in the human genome (compare this to the approximately 21,000, non-TE, protein-coding genes in humans). Indeed, TEs make up a significant portion of the genomes of almost all eukaryotes. Class I elements, which usually transpose via an RNA copy-and-paste mechanism, tend to be more abundant than Class II elements, which mostly use a cut-and-paste mechanizm. But even the cut-paste mechanism can lead to an increase in TE copy number. For example, if the site vacated by an excised transposon is repaired with a DNA template from a homologous chromosome that itself contains a copy of a transposon, then the total number of transposons in the genome will increase.

Besides greatly expanding the overall DNA content of genomes, TEs contribute to genome evolution in many other ways. As already mentioned, they may disrupt gene function by insertion into a gene&rsquos coding region or regulatory region. More interestingly adjacent regions of chromosomal DNA are sometimes mistakenly transposed along with the TE this can lead to gene duplication. The duplicated genes are then free to evolve independently, leading in some cases to the development of new functions. The breakage of strands by TE excision and integration can disrupt genes, and can lead to chromosome rearrangement or deletion if errors are made during strand rejoining. Furthermore, having so many similar TE sequences distributed throughout a chromosome sometimes allows mispairing of regions of homologous chromosomes at meiosis, which can cause unequal crossing-over, resulting in deletion or duplication of large segments of chromosomes. Thus, TEs are a potentially important evolutionary force, and may not be included as merely &ldquojunk DNA&rdquo, as they once were.


What is a Mutation

A mutation is a heritable change in the nucleotide sequence of the genome of a particular organism. It can occur during DNA replication or due to external mutagens. DNA repair mechanisms are responsible for correcting both types of errors. However, most mutations with a positive effect are inheritable. Here, the effect of the mutation can be either beneficial or harmful. Beneficial mutations exert phenotypes that make the organism more suitable to the environment. Also, many mutations are harmful since they disrupt the normal function of genes, causing diseases like cancers.

Figure 1: A Mutation Causes Yellow Color in Red Tulip

Furthermore, the more common form of classification of mutations is by the effect of the mutation on the structure of the nucleotide sequence. Here, mutations with a minute effect are small-scale mutations (point mutations) including insertions, deletions, and nucleotide substitutions. Meanwhile, mutations with a considerable effect on the structure of the chromosomes are large-scale mutations including gene duplications, chromosomal rearrangements like translocations and inversions, and loss of heterozygosity.

Figure 2: Point Mutations

Also, mutations can be classified based on their effect on the function of the gene. These mutations are gain-of-function mutations, loss-of-function mutations, dominant negative mutations, lethal mutations, etc. Based on the effect on fitness, there are three types of mutations they are the harmful mutations, beneficial mutations, and neutral mutations. By the impact of the protein sequence, frameshift mutations can be classified as synonymous mutations, missense mutations, and nonsense mutations.


The Hallmarks of Cancer: 7 – Genome Instability and Mutation

All cancers share ten underlying principles, also known as the Hallmarks of Cancer. You can read about the first six here. The seventh is defined as genome instability and mutation.

All cancers share ten underlying principles, also known as the Hallmarks of Cancer . You can read about the first six here . The seventh is defined as genome instability and mutation.

Cancer Cells Evolve

Not all cancer cells are equal. They vary, they compete, and the fittest survive to pass on their genes to daughter cells, which continue to vary, compete and survive. If this sounds familiar, it's because it is cancer cells evolve. Within the complex ecosystem that is our body, cancer cells mutate and face selective pressures as they change and adapt to their environment. The evolving cancer cell has to out-compete the normal cells surrounding it, evade attack by immune cells, escape the apoptotic machinery which causes cells to self-destruct, corrupt and co-opt otherwise loyal surrounding cells and migrate to distant parts of the body.

Sometimes, when the sequences of nucleotides called genes mutate, those mutations are not corrected. It doesn’t happen often (each nucleotide has only a one-in-a-hundred-billion to a one-in-a-billion chance of being miscopied), but each time a cell divides and passes a copy of its DNA to its daughter cell, the chance of error increases. An average gene comprises about 1,700 nucleotides. Over one hundred million billion cell divisions occur over the average human lifetime. The average gene is thus home to somewhere between one hundred million and ten billion mutations, spread over its copies in each cell. If just one of those mutations increases the evolutionary fitness of its cell, then that mutation will expand into many cells, increasing the probability that subsequent mutations will build on the first.

We know that cancer occurs because we can see the stepwise accumulation of mutations. If a cancer cell acquires a mutation that enables it to grow faster, or survive longer and produce more offspring than the surrounding cells without that mutation, then that cancer cell has a selective advantage. Its descendants will be fitter they will outgrow and dominate the local tissue environment. These principles of population genetics and evolutionary biology describe the process of tumor formation and are key to understanding how cancer cells can become resistant to drug treatment they ewoluować that resistance.

Mutations 101

Mutations enable cancer cells to embark on their frenzied growth within our bodies. But what are mutations, and how do they happen? In genetics, a mutation is a change in an organism’s DNA sequence. The nucleotide letters A, T, C and G that make up our DNA can be deleted or substituted, and single or double stranded breaks can occur in the DNA molecule. Complete sections of our DNA can also be deleted or swapped with other sections. These changes can occur spontaneously or from exposure to inducers such as harmful chemicals or radiation. Our metabolic activities cause mutations all the time oxygen, the vital molecule that helps us live, also creates dangerous DNA-damaging free radicals when metabolized by our cells. A sunny day at the beach can introduce thousands of mutations into our DNA. In fact, mutations are inevitable each time our cells divide, the imperfect DNA replication process introduces temporary errors into our DNA. It has been estimated that all these processes can result in thousands of individual molecular lesions per cell per day. Our genome surveillance system and DNA repair mechanisms must be doing a fantastic job: based on these mutation rates, cancer should occur from the moment we are conceived.

What is our genome surveillance system? If a cell is to survive, all the different mutations must be repaired. Typically, this repair involves cutting out and re-synthesizing the damaged portion of the DNA. Although there are many different types of DNA repair, all are so important that the proteins involved can be found in everything from the humblest bacterium to our own cells.

DNA Repair Mechanisms

The beauty of DNA repair comes from the structure of DNA: The double helix carries two separate copies of all the genetic information in each of its two strands. When one strand is damaged, the other is used as a template to restore the sequence to the damaged strand. When both strands of the double helix are broken, however, leaving no template strand for repairs, cells may use one of two distinct alternative mechanisms to address breaks. The first, known as Non-Homologous End Joining (NHEJ), is a quick and dirty method for fixing the break simply put, the two broken ends are brought together and joined, usually with the loss of one or two nucleotide letters at the site of joining. Although this loss results in a permanent change in the DNA sequence, it is less harmful for the cell than a persisting double-stranded break. And, since very little of our genome actually codes for protein, the resulting mutation is statistically unlikely to be of much consequence. In contrast to the error-prone NHEJ mechanism, Homologous Recombination DNA Repair exploits the fact that each cell contains two copies of each double helix (i.e. each cell has two copies of each chromosome). In this case, the repair mechanism is able to transfer nucleotide sequence information from the intact double helix to the broken one. Recombination proteins recognize regions of similarity between the two double helices and bring these regions together. Then, DNA replication proteins use the intact helix as a template to repair the broken one.

Molecular Caretakers: BRCA1 and BRCA2

Two of the most famous proteins in cancer, BRCA1 oraz BRCA2, play a central role in DNA repair. These proteins move to the site of DNA damage and recruit other proteins to initiate DNA repair complexes. When either BRCA1 or BRCA2 are absent as the result of a mutation, these DNA repair complexes do not form after DNA damage. Therefore, cells that are missing BRCA1 or BRCA2 are hypersensitive to agents that damage DNA, such as UV light and various chemical carcinogens. Women with an abnormal BRCA1 or BRCA2 gene, for example, have an extremely high risk of developing breast cancer and a high risk of developing ovarian cancer. As a result, many women who have a family history of breast and ovarian cancers undergo genetic testing. If they test positive for either gene mutation, they may opt to undergo a preventative mastectomy. Actress Angelina Jolie, who tested positive for a BRCA1 mutation and opted to undergo a preventative double mastectomy, recently brought this issue to the spotlight. While the publicity she generated was controversial, Jolie reduced her risk for developing breast cancer from 87 to less than five percent.

In addition to being crucial for DNA repair, BRCA1 and BRCA2 are also involved in cell cycle control. The Retinoblastoma protein, which detects damaged DNA, acts as the brake in cell cycle progression . Once they detect damaged DNA, BRCA1 and BRCA2 are crucial for the activation of these cell cycle checkpoints. BRCA1 also activates P53, a key protein involved in activating apoptosis in response to irreparable DNA damage. These essential roles for BRCA1 and BRCA2 proteins highlight their role in DNA repair, underscoring their function as molecular caretakers in our genome surveillance system.

Stacking The Deck

When our genome surveillance system is compromised, the rate of mutations increases (similar to how anarchy breaks loose when local law enforcement is indisposed). The effect of a mutation is still random, but cancer cells can stack the deck in their favor when the genome surveillance system is compromised, ensuring that future mutations occur more frequently. When cancer cells evolve, there is selection for mutations that can overcome the ten anticancer defense mechanisms represented by the Hallmarks of Cancer. Mutations in Ras allow cancer cells to remain independent from growth factors . Mutations in Retinoblastoma remove the brakes, allowing for uncontrolled cell division . P53 mutations allow cells to escape cell death . All of these mutations are produced initially by direct DNA damage, and secondarily as a result of mutations in genes that increase the probability of more mutations (i.e. mutations in DNA repair). Thus, as cancer cells continue to evolve and cells with specific mutations are selected, cells that carry mutations in genes that normally function in maintaining the stability of the genome are also selected. Genomes vary widely between different tumor types, but nearly all of them have DNA repair defects. Thus, genome instability and mutation are essential to tumor progression.

Wyrażone poglądy są poglądami autora(ów) i niekoniecznie są poglądami Scientific American.


Chromosomal mutation vs mitochondrial mutation:

Mitochondria are the powerhouse organelle of our cell. Mitochondrial DNA (mtDNA) is present in mitochondrial (not in the nucleus), and it has its own replication and transcription machinery.

Genomic mutations may be either syndromic or Mendelian while the mitochondrial mutations are neither syndromic nor Mendelian.

Because it inherited from the maternal organism only, it is known as maternally inherited DNA. Thus, if any mutation is induced in the mtDNA and is inherited to male offspring, it can’t further be transmitted.

Chromosomal DNA is inherited from both the parents. notably, not all chromosomal mutations are inherited in Mendelian fashion.

For instance, Cry du chat syndrome, Down syndrome, and Patau syndrome are some of the common types of chromosomal disorders that do not follow Mendelian inheritance.

Mitochondrial DNA is inherited maternally, it is rarest among rare.

Kearns- syre syndrome, Leigh syndrome and non-syndromic hearing loss are some of the mitochondrial disorders which arise due to the mutation in mtDNA.

Deletion, duplication, translocation and inversion are some of the common types of mutations observed in mtDNA, same as genomic DNA.


Extended Data Fig. 1 Results of pilot study.

Three genes were selected for knockout (∆): MSH6, UNG oraz ATP2B4 (negative control). Two genotypes per gene were obtained and grown in culture to gauge reproducibility of signatures between different genotypes of a gene-knockout. These lines were cultured under normoxic (20%) and hypoxic (3%) states, for defined culture times of

15, 30 or 45 days. Two single-cell subclones were derived for whole genome sequencing for each parental line (equivalent to four subclones per gene edit). Jeden z UNG genotypes appeared to be heterozygous, which was excluded in downstream analysis. a, Substitution burden for knockouts of ATP2B4, UNG oraz MSH6 under hypoxic and normoxic conditions as well as different culturing time. b, The cosine similarities between the mutational profile of each subclone and background signature of culture. C, Indel burden for knockouts of ATP2B4, UNG oraz MSH6 under hypoxic and normoxic conditions as well as different culturing time. D, The cosine similarities between the mutational profile of each subclone with background signature of culture. Overall, the differences between normoxic and hypoxic conditions were not marked, although normoxic conditions produced slightly more mutations. Time in culture made only a marginal, non-linear difference to burden of mutagenesis. Given the results of the pilot, weighing up the costs and risks associated with prolonged culture time (risk of infection, risk of selection, marked increase in cost of experimental reagents) with the minimal return in terms of mutation number, and also intending to minimize transitions between hypoxic to normoxic conditions while handling cell cultures, we opted to proceed with the full-scale study under normoxic conditions and for 15 days for the rest of study.

Extended Data Fig. 2 Detecting mutational consequences of knockouts in the absence of added external DNA damage.

a,b, Schematic illustration of potential components of background signature (a) and possible mutational consequences of the DNA repair gene knockouts for proteins that are critical mitigators of mutagenesis (b). C-mi, Mutation burden of whole-genome-sequenced subclones of gene knockouts. C, Substitution, (D) indel and (mi) double substitution. Bars represent the mean. Individual data points are shown in orange dots. In all comparative analyses, all gene knockouts were cultured for 15 days and only daughter subclones that were fully clonal (that is, clearly derived from a single cell) were included. n = 2

4, which is the number of clonal knockout subclones cultured under normoxic condition for 15 days (see Supplementary Table 2). F, 96-channel substitution mutation profiles of 173 gene knockout subclones.

Extended Data Fig. 3 Results of contrastive principal component analysis and t-SNE.

a, Contrastive principal component analysis (cPCA) was employed to discriminate knockout profiles from control profiles (∆ATP2B4). Each figure contains six different genes. Nine gene knockouts separate from the controls. Using this method, ∆ADH5 did not separate clearly from ∆ATP2B4, indicative of either having no signature or a weak signature. Dot colours indicate the repair/replicative pathway that each gene is involved: in black - control green - MMR orange – BER dark purple – HR and HR regulation light purple - checkpoint. Each dot represents a subclone. The number of subclones for each gene knockout (N = 2

4) can be found in Supplementary Table 2. b, The t-SNE algorithm was applied to discriminate the mutational profiles of gene knockouts from those of control knockouts. Gene knockouts that produce mutational signatures separate clearly from control subclones and other knockouts which do not have signatures. Subclones of the gene knockouts which produce signatures are clustered together, indicating consistency between subclones.

Extended Data Fig. 4 Oxidative damage-associated mutational signatures.

a, Relative mutation frequency of G>T/C>A in 256 possible channels which take two adjacent bases 5’ and 3’ of each mutated base (4×4×4×4=256) for ∆ATP2B4, ∆OGG1, a head and neck cancer with strong SBS18 and SBS18. b, Left: tSNE plot of tissue-specific mutational signature 18. Two groups are featured with predominant peaks at TgC>TTC/GCA>GAA (highlighted in green) and AgA>ATA/TCT>TAT (highlighted in purple), respectively. Right: heatmap of 21 tissue-specific mutational signatures at C>A. We compared experimental signatures to previously published cancer-derived signatures, focusing on 21 tissue-specific variations of Signature 18. Interestingly, we found two distinct groups of Signature 18. Signatures of ∆OGG1, cellular models and signatures derived from head and neck tumors, pancreas, myeloid, bladder, uterus, cervix, lymphoid tumors were most similar to each other, with the predominant G>T/C>A peak at TgC>TTC/GCA>GAA. By contrast, an alternative version of this signature with a predominant G>T/C>A peak at AgA>ATA/TCT>TAT was noted in colorectal, esophagus, stomach, bone, lung, CNS, breast, skin, prostate, liver, head and neck tumors (Signature Head_neck_G), ovary, biliary and kidney cancers. Indeed, there are many types of oxidative species which could fluctuate between tissues, variably affecting trinucleotides resulting in the variation observed in Signature 18.

Extended Data Fig. 5 Indel signatures and double substitution signatures.

a, 15-channel Indel signatures. b, 186-channel Indel signatures. C, Aggregated double substitution profile of ∆RNF168 and ∆EXO1.

Extended Data Fig. 6 Similarities between ∆EXO1, ∆RNF168 signatures and RefSig5 and results of analysis on transcriptional strand bias and distribution of mutations on replication timing domains.

a, Hierarchical clustering of cancer-derived reference signatures (RefSig) with ∆EXO1 and ∆RNF168 signatures. b, Hierarchical clustering of tissue-specific signature 5 with ∆EXO1 and ∆RNF168 signatures. C, Transcriptional strand bias in 9 gene knockouts. Pearson’s Chi-Squared test (chisq.test()) was used to calculate the p-value. P-value was corrected using p.adjust(). Unlike mutational signatures of environmental mutagens, we do not observe striking transcriptional strand bias in signatures generated by DNA repair gene knockouts, except for T>C generated by ∆EXO1 and ∆RNF168. Since transcriptional strand bias is largely induced by NER repairing DNA bulky adducts, lack of it indicates that most of the endogenous DNA damage is not particularly bulky or DNA-deforming. D, Distribution of mutation density across replication timing domains (separated into deciles) for signatures associated with different gene knockouts. Green bars indicate observed distribution. Blue lines indicate expected distribution with correction of trinucleotide density of each domain. Bars and error bars represent mean ± SD of bootstrapping replicates (n=100).

Extended Data Fig. 7 Putative outcomes of all possible base-base mismatches.

Outcomes from 12 possible base-base mismatches. The red and black strands represent lagging and leading strands, respectively. The arrowed strand is the nascent strand. The highlighted pathways are the ones that generate C>A (blue), C>T (red) and T>C mutations (green) in the ∆MSH2 mutational signature.

Extended Data Fig. 8 Distribution of G>T/C>A mutations in polyG tracts of ∆MSH2, ∆MSH6 and ∆MLH1.

a, Relative frequency of occurrence of G>T/C>A in polyG tracts. b, Occurrence of G>T/C>A in polyG tracts.

Extended Data Fig. 9 Gene-specific mutational signatures in MMR-deficiency.

Proportion of different mutation types of substitution (a) and indel (b) signatures for four MMR gene knockouts. C, The ratio of substitution and indel burden. D, Schematic interpretation of the relative mutation burdens of ∆MSH2 and ∆MSH6.

Extended Data Fig. 10 Development of MMRDetect.

(a)-(mi) Distribution of the five parameters across IHC-determined MMR gene abnormal (orange) and MMR gene normal (green) samples. black dots and error bars represent mean ± SD of the paramenters. nAbnormal=79 samples (yellow) nNormalna= 257 samples (green). a, Exposure of MMRd signatures. b, Cosine similarity between the substitution profile of cancer samples and that of MMR gene knockouts. C, Number of indels in repetitive regions. D, Cosine similarity between the profile of repeat-mediated deletions of cancer sample and that of knockout generated indel signatures, (mi) the cosine similarity between the profile of repeat-mediated insertion of cancer sample and that of knockout generated indel signatures. P-values were calculated through two-sided Mann-Whitney test. F, Distribution of coefficients from 10-fold cross validation using training data set. Box plots denote median (horizontal line) and 25th to 75th percentiles (boxes). The lower and upper whiskers extend to 1.5× the inter-quartile range. n = 10 iterations. g, MMRDetect-calculated probabilities for 336 colorectal cancers. With cut-off of 0.7, 77 out of 336 were predicted to be MMR-deficient samples (probability < 0.7). Colour bars represent the MSI status determined by IHC staining: red – abnormal blue – normal. Four samples with abnormal IHC staining have probabilities > 0.7, whilst 2 samples with normal IHC staining have probabilities < 0.7. The four samples were revealed to be false positive cases and the two samples were false negative ones for IHC staining through validation using MSIseq and seeking coding mutations in MMR genes. h, Distribution of the mutation number of repeat-mediated indels, MMRd signatures and non-MMRd signatures across four groups of samples: MMR-deficient samples determined by only MMRDetect (yellow), MMR-deficient samples determined by only MSIseq (purple), MMR-deficient samples determined by both MMRDetect and MSIseq (blue) and non-MMR-deficient samples determined by both MMRDetect and MSIseq (pink). P-values were calculated through two-sided Mann-Whitney test. Numbers of MMR-deficient samples determined by MMRDetect only (blue), MSIseq only (pink), both (yellow) and none (purple) are 34, 20, 587 and 6,718, respectively.


Obejrzyj wideo: Biologia molekularna nowotworów 5 - Mutacje w genomowym DNA. Bio-portal (Sierpień 2022).