Informacja

2.4: Procedury laboratoryjne — przygotowanie podłoża stałego, technika aseptyczna, pasmo T — biologia

2.4: Procedury laboratoryjne — przygotowanie podłoża stałego, technika aseptyczna, pasmo T — biologia


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Efektem kształcenia

  • Aby zapoznać Cię z dwoma rodzajami mediów kulturowych, Bulion odżywczy oraz Agar odżywczy.
  • Zapoznanie z techniką aseptyczną.
  • Aby nauczyć się izolować czystą kulturę.
  • Obserwować wszechobecność i różnorodność mikroorganizmów

Technika aseptyczna

Przeciętny człowiek składa się z około 1013 eukariotyczne komórki zwierzęce i 1014powiązane eukariotyczne i prokariotyczne komórki drobnoustrojowe. Oznacza to, że 90% „twych” komórek to nie ludzie.

Celem tego ćwiczenia jest zapoznanie Cię z technikami aseptycznymi. Technikę aseptyczną można traktować jako manipulację sterylnymi narzędziami lub pożywką hodowlaną w taki sposób, aby zachować sterylność.

W naturze mikroorganizmy prawie zawsze istnieją jako mieszane populacje wielu bardzo różniących się typów. Zanim jednak będzie można określić większość właściwości i cech konkretnego organizmu, organizm musi być najpierw wyizolowany w czysta kultura. Czysta kultura to taka, która zawiera pojedynczy szczep mikroorganizmu. Na przykład czysta kultura bakterii Escherichia coli zawiera tylko Escherichia coli komórki określonego szczepu - nie występują żadne inne żywe mikroorganizmy. Termin szczep odnosi się do populacji komórek, które pochodzą z jednej komórki. Izolacja i utrzymywanie czystych kultur to jedna z najważniejszych procedur w mikrobiologii, z którą wszyscy studenci muszą być zaznajomieni.

Jak wszystkie inne organizmy, mikroorganizmy potrzebują składników odżywczych i sprzyjającego środowiska do wzrostu i rozmnażania. Mikroby są na ogół hodowane w podłoże hodowlane który zawiera niezbędne składniki odżywcze i zapewnia odpowiednie środowisko (np. właściwe pH). Mikroby są zasadniczo hodowane w płynnej pożywce, Rosół, lub na stałym podłożu, agar.

Ponieważ większość badań laboratoryjnych jest wykonywana na czystych kulturach, konieczne jest: sterylizować pożywki hodowlane, czyli całkowicie eliminują wszystkie żywe organizmy. To medium musi być utrzymywane w jałowy stan, wolny od żywych organizmów, do momentu zaszczepienia czystą kulturą.

W celu wyhodowania hodowli drobnoustrojów w wysterylizowanej pożywce, pewną liczbę komórek, inokulum, przenosi się, inokuluje się do lub na pożywkę ze specjalnymi środkami ostrożności w celu utrzymania czystości kultury. Procedury stosowane w laboratorium mikrobiologicznym w celu zapobiegania zanieczyszczeniu czystych kultur są powszechnie określane jako technika aseptyczna.

Ogólne zasady następującej techniki aseptycznej to: 1) nie umieszczaj w sterylnym materiale niczego, co nie jest sterylne, z wyjątkiem konkretnego badanego organizmu oraz 2) nie wystawiaj sterylnych materiałów na źródła skażenia, na przykład powietrze laboratoryjne.

Po zaszczepieniu hoduje się kulturę drobnoustrojów (inkubowane) w specyficznym środowisku sprzyjającym wzrostowi. Wzrost drobnoustrojów jest zwykle definiowany w kategoriach populacja wzrost, wzrost liczby komórek w populacji, w przeciwieństwie do komórkowy wzrost, wzrost wielkości pojedynczej komórki. Powstały wzrost widoczny jest jako zmętnienie, zmętnienie, w płynnym podłożu lub jako wyizolowana masa, kolonia, na stałym podłożu.

Materiały:

Kultury

Escherichia coli (kultura bulionowa)

Serratia marcescens

mieszana kultura bulionowa Escherichia coli oraz Serratia marcescens

Głoska bezdźwięczna

sterylny agar odżywczy w jednej butelce

trzy probówki sterylny bulion odżywczy

trzy płytki z agarem odżywczym, wstępnie suszone przez 2 dni w temperaturze pokojowej

Kieszonkowe dzieci

cztery sterylne plastikowe szalki Petriego

sterylne waciki bawełniane

Celem tego ćwiczenia jest zapoznanie Cię z technikami aseptycznymi. Wszystkie procedury zostały zaprojektowane tak, aby zminimalizować skażenie. Obserwuj demonstrację instruktora laboratorium i dokładnie postępuj zgodnie z procedurami opisanymi w instrukcji. Postaw baktykinerator przed sobą i umieść wszystkie rurki i inny sprzęt w odpowiednim miejscu, które pozwoli Ci do nich dotrzeć bez żadnych trudności i bez poparzenia.

Na początku te procedury manipulowania pętlą, rurkami i nakrętkami będą trudne, ale z biegiem czasu manipulacje te staną się szybsze i mniej kłopotliwe.

Działanie Baktycynatora:

Baktycynator jest bezgazowym, bezpłomieniowym sterylizatorem termicznym do stosowania z ezami do zaszczepiania, igłami, szklanymi rurkami/ujściami pipet oraz różnymi narzędziami metalowymi i ze szkła borokrzemianowego. Sterylizacja odbywa się za pomocą ciepła podczerwonego. OPERACJA: Włącz przełącznik na "Wysoka pozycja; czerwona lampka sygnalizacyjna zaświeci się, gdy przełącznik znajdzie się w prawidłowej pozycji. Sterylizator należy podgrzewać przez 15 minut przed użyciem. Trzymając ezę do zaszczepiania za uchwyt, delikatnie włóż ezę do zaszczepiania, która ma być wysterylizowana, do cylindrycznego obszaru sterylizacyjnego (patrz rysunek poniżej). Zawsze upewnij się, że przedmiot jest trzymany za pomocą izolowanego materiału. Nie dotykaj bezpośrednio sterylizowanego przedmiotu. Nie „zaparkuj” tam pętli niezamierzonego, spowoduje to STOPIĆ. Unikaj skrobania boków elementu, aby zapewnić długowieczność pętli i elementu grzejnego. Przytrzymaj pętlę przez 5 sekund. Pętla nie musi się świecić. Zewnętrzna, metalowa osłona elementu grzejnego może osiągać temperatury do 400°F. Nie dotykaj zewnętrznej metalowej osłony lub wprowadzić łatwopalne lub lotne materiały do ​​obszaru wokół sterylizatora.

Wyłącz baktykinerator po zakończeniu używania go do ćwiczeń laboratoryjnych na dany dzień.

A. Przygotowanie pożywek stałych

Pożywkę stałą zwykle wytwarza się przez dodanie środka zestalającego do pożywki bulionowej. Najczęściej stosowanym środkiem zestalającym jest agar, substancja pozyskiwana z alg morskich i dostępna w postaci wysuszonej oczyszczonej. Chociaż różne agary różnią się znacznie pod względem właściwości fizycznych, zwykle temperatura topnienia wynosi 97-100°C. Tak więc stały agar może być dodany do płynnych pożywek hodowlanych i stopiony podczas sterylizacji termicznej. Po sterylizacji to płynne podłoże można przelać do probówek, butelek lub szalek Petriego. Po schłodzeniu to podłoże zawierające agar zestala się w około 42°C. Po zestaleniu podłoża agarowe można inkubować w całym zakresie temperatur, jakie prawdopodobnie zastosuje bakteriolog (być może do 70°C) bez topienia.

jakiś skos agarowy wyniki, gdy gorące, stopione podłoże agarowe stwardnieje w probówce trzymanej w pozycji przechylonej. Wlanie stopionego podłoża agarowego do plastikowych lub szklanych szalek Petriego sprawia, że płytki agarowe.

1. Umieść cztery sterylne płytki Petriego prawą stroną do góry przed sobą.

Spód szalki Petriego jest mniejszy i głębszy niż wierzch, często nazywany pokrywką. Dlatego prawą stroną do góry jest miejsce, w którym dno styka się z ławką, a większa pokrywa zakrywa dno.

2. Włącz bakteriobójczy.

3. Musisz teraz pracować szybko, aby zapobiec zestaleniu się agaru przed zakończeniem wylewania płytek. Wyjąć butelkę stopionego podłoża agarowego Nutrient z łaźni wodnej o temperaturze 55°C. Ostrożnie wytrzyj przylegającą wodę z butelki, aby podczas przechylania butelki ta zanieczyszczona woda nie dostała się na talerz.

4. Poluzuj nakrętkę butelki, ale jej nie zdejmuj. Kiedy nasadka jest całkowicie poluzowana, zdejmij ją, otaczając nasadkę prawym lub lewym małym palcem i zewnętrzną krawędzią dłoni. Zobacz Rysunek 1-1 a. Nie odkładaj nasadki na blat.

5. Wciąż trzymając nakrętkę, mocno chwyć butelkę kciukiem i palcem wskazującym prawej ręki. Patrz rysunek 1. Delikatnie przesuń brzeg butelki przed baktykineratorem, aby spalić przylegający kurz, a także wytworzyć ujemny prąd powietrza. Wargi butelki byłyby sterylne po procedurze autoklawowania.

6. Podnieś pokrywkę szalki Petriego lewą lub prawą ręką na tyle, aby można było wlać trochę pożywki agarowej na spód szalki Petriego. Patrz rysunek 1-1b.

7. Wlej tyle pożywki na dno płytki Petriego, aby pokryła dolną powierzchnię. (Powinieneś być w stanie z łatwością nalać cztery płytki i ewentualnie pięć na 100 ml pożywki.)

8. Załóż pokrywkę, aby zakryć spód płytki Petriego.

9. Ostrożnie i powoli przesuń wylane talerze do niezakłóconej (tylnej) części blatu, aby ostygły i zestaliły się. Nie poruszaj tych płyt przez co najmniej 20 minut.

10. Te tabliczki zostaną użyte w części D tego ćwiczenia.

B. Transfery aseptyczne

Dla mikrobiologa przenoszenie kultur z probówki do probówki iz płytek agarowych do probówek jest powszechną i prostą procedurą, ale wymaga szczególnej uwagi. Przenoszenie mikroorganizmów często odbywa się za pomocą pętli drucianej. Właściwe użycie tej ezy pomoże zapewnić utrzymanie czystej kultury.

1. Oznacz 3 probówki sterylnego bulionu odżywczego. Oznacz jedną „kontrolę sterylną”, jedną „transfer bulionu” i jedną „transfer kolonii”.

2. Kultury bulionowe Escherichia coli i kultura płytkowa Serratia marcescens są na końcu twojej ławki.

3. Trzymając pętlę jak ołówek, włóż pętlę do cylindrycznego obszaru baktykineratora. Podgrzej tylko drut w sterylizatorze, NIE uchwyt drutu. Jeśli zostanie to wykonane prawidłowo, sterylność całej długości drutu powinna zająć tylko 5 sekund. Gdy to nastąpi, usuń pętlę. Drut będzie teraz sterylny i bardzo gorący. Przed użyciem pozwól pętli ostygnąć przez kilka sekund na powietrzu. Pozwala to uniknąć zabijania przenoszonych komórek i rozpryskiwania, które może prowadzić do wytwarzania zanieczyszczających aerozoli.

3a. Teraz weź probówkę zawierającą czystą kulturę Escherichia coli drugą ręką, wciąż trzymając jałowy pętla. Trzymając pętlę ręką, zdejmij zatyczkę z probówki, obejmując ją małym palcem i zewnętrzną krawędzią dłoni. Widzieć Rysunek l. NIE RÓB połóż czapkę na ławce. Lekko przesuń krawędź probówki przed bakteriatorem.

4. Teraz włóż pętlę do E coli kulturę bulionową, a następnie wyjąć ją, wyciągając ezę kultury z probówki. Widzieć Rysunek 2. Załóż nakrętkę probówki i umieść probówkę z powrotem na stojaku do przechowywania.

5. Podnieś i zdejmij zatyczkę z probówki sterylnego bulionu z odżywką oznaczonego „przenoszenie bulionu” w taki sam sposób, jak opisano w kroku 3a powyżej.

6. Przechyl probówkę pod kątem około 45° i włóż ezę zawierającą kulturę do otwartej probówki. Zanurz pętlę w bulionie, delikatnie zakręć pętlą, a następnie wyjmij. Przesunąć probówkę przed baktykineratorem, założyć nakrętkę i umieścić probówkę z powrotem na stojaku do przechowywania.

7. Wysterylizuj ezę przed odłożeniem, powtarzając krok 3. Jest to konieczne, aby uniknąć zanieczyszczenia stołu kulturą.

8. Teraz drugą ręką podnieś pokrywkę szalki Petriego zawierającej czystą kulturę Serratia marcescens. Uzyskaj inokulum przez TYLKO DOTYKAJĄC JEDNEGO izolowanych pojedynczych kolonii na powierzchni agaru. Nie wbijaj się w agar. Nie drap pętelką po powierzchni płytki. Natychmiast wymień pokrywkę płytki.

9. Podnieś i zdejmij nakrętkę z probówki sterylnego bulionu odżywczego oznaczonego „przenoszenie kolonii” w taki sam sposób, jak opisano w kroku 3a powyżej.

10. Powtórz kroki 6 i 7.

11. Aby sprawdzić swoją zdolność do prawidłowej sterylizacji pętli, wybierz pełną pętlę kultury z E coli probówka z hodowlą bulionową, postępując zgodnie z procedurami opisanymi w krokach 3, 3a, 4. Odpowiednio wysterylizuj ezę zawierającą kulturę bakteryjną, jak w kroku 7.

12. Podnieś i zdejmij nakrętkę z probówki sterylnego bulionu zawierającego składniki odżywcze oznaczonego „sterylna kontrola” w ten sam sposób, jak opisano w kroku 3a powyżej i włóż ezę do bulionu, jak opisano w kroku 6.

13. Powtórz kroki 11 i 12 kilka razy z tą samą probówką „sterylnej kontroli”.

C. Płyty smugowe

Technika płytek paskowych to szybka i prosta metoda izolacji bakterii poprzez mechaniczne rozprowadzanie ich na powierzchni agarowej płytki Petriego. Celem jest uzyskanie dobrze izolowanych kolonii, każdy powstaje z jednej bakterii, aby można było założyć czystą kulturę każdego pożądanego gatunku w mieszaninie. Właściwe smużenie płytek to stosunkowo prosta, ale nieodzowna umiejętność wymagana od każdego mikrobiologa.

Podstawowa metoda przygotowania płytki posiewowej polega na rozprowadzeniu pojedynczej ezy inokulum na powierzchni podłoża agarowego. Istnieje wiele różnych technik stosowanych do smugowania płyt. Wybór techniki jest kwestią indywidualnych preferencji i osądu. Można zastosować dowolną metodę, o ile osiągnięty został cel, jakim jest wytworzenie dobrze izolowanych kolonii i nie ma dowodów na skażenie. Opisana poniżej procedura jest potocznie nazywana „smugą T”, po oznaczeniu wykonanym na spodzie płytki.

1. Narysuj jedną linię, w przybliżeniu w jednej trzeciej w dół, przez cały obszar NA DOLE płyty. Następnie narysuj drugą linię od środka pierwszej przez środek na drugą stronę talerza. Powinno to zrobić duże „T” na twoim talerzu, dzieląc go na trzy sektory. Zobacz rysunek 1-4.

2. Oznacz na dole każdej z 3 przygotowanych płytek z agarem odżywczym z Twoim imieniem lub inicjałami, częścią laboratorium i gatunkiem bakterii, które mają być użyte. Dodatkowo oznacz jedną „z bulionu”, jedną „z agaru” i jedną „kultura mieszana”.

3. Użyj aseptycznych technik, których nauczyłeś się w części B. Wysterylizuj pętlę i pozwól jej ostygnąć.

Uzyskaj inokulum komórek bakteryjnych z:

• probówka bulionowa zawierająca czystą kulturę Escherichia coli

• płytka agarowa z Serratia marcescens

• probówka bulionowa zawierająca kulturę mieszaną dostarczoną przez instruktora.

Pobierając próbki z kolonii rosnących na płytkach agarowych, należy: TYLKO konieczne i zaleca się, aby pętla TYLKO DOTYKA POWIERZCHNI z JEDEN kolonia.

Pobierając próbki z kultur bulionowych, należy: MIESZAĆ zawartość, aby zapewnić równomierne rozmieszczenie mikroorganizmów.

4. Zaszczepić powierzchnię płytek agarowych stosując wzór pokazany na rycinie 1-5 i technikę opisaną poniżej.

a) umieścić inokulum, dotykając ezą powierzchni płytki w pobliżu
krawędź, w górnym sektorze płyty. Narysuj pętlę lekko Przez
powierzchni agaru na 2 cm, od krawędzi do środka.

Obchodzenie się z płytą może odbywać się na wiele sposobów, z których wszystkie mają na celu zminimalizowanie możliwego zanieczyszczenia. Twój instruktor laboratoryjny zademonstruje jedną lub kilka możliwych technik. W przypadku wszystkich poniższych czynności nie należy niepotrzebnie odsłaniać powierzchni agaru na płytce, a jedynie odsłonić powierzchnię podczas procesu pasmowania.

• Talerz pozostaje prawą stroną do góry na stole, a pokrywka jest podnoszona, ale trzymana nad talerzem podczas wykonywania smug. Patrz rysunek l-6a.

• Płytka jest odwrócona i gdy pokrywka pozostaje na ławce, spód jest unoszony, a powierzchnia agaru jest rozmazana od spodu. Patrz rysunek l-6b.

Następnie wysterylizuj pętlę i pozwól jej ostygnąć na powietrzu przez kilka sekund. Przyłóż ezę do nieużywanej krawędzi (sterylnego obszaru) powierzchni agaru, aby całkowicie ją schłodzić przed kontynuowaniem.

b) Zaczynając od krawędzi płytki w pobliżu początkowego depozytu inokulum, wykonaj
kilka (10-20) równoległych pasm przechodzących przez oryginalne inokulum
depozyt. Przykryj jedną trzecią talerza, zaczynając od krawędzi i przesuwając
w kierunku środka płyty. Zrób to, odchylając uchwyt pętli do tyłu
i dalej na powierzchnię agaru z bardzo delikatnym i równomiernym naciskiem,
za pomocą tylko ruch nadgarstka. Pętla powinna prawie odtworzyć swoją ścieżkę za pomocą
każda huśtawka przesuwa się w dół powierzchni agaru od krawędzi w kierunku
środek płyty. Staraj się trzymać pętlę, drut i uchwyt pętli w płaszczyźnie
równolegle do powierzchni agaru w całej ścieżce. Staraj się nie podnosić
pętlę z agaru. Staraj się, aby pętla stykała się z powierzchnią od
od początku do końca. Nie wbijaj pętli w agar
średni,

* Wysterylizuj pętlę i pozwól jej ostygnąć, jak opisano powyżej.

c) Obróć płytkę o 90°.

Przeciągnij pętlę przez jedną krawędź poprzednich pasm 2 lub 3 razy, aby ponownie zaszczepić pętlę. Teraz poprowadź drugą trzecią część płytki kilkoma (10-20) kolejnymi równoległymi smugami, ponownie zaczynając od krawędzi i przesuwając się w kierunku środka płytki. Po wstępnym zaszczepieniu, unikaj dotykania pierwszej trzeciej części talerza, która jest już pokryta smugami.

*Wysterylizuj pętlę i pozwól jej ostygnąć, jak opisano powyżej.

d) Obróć płytkę o 90°.

Przeciągnij pętlę przez jedną krawędź pasemek w drugiej trzeciej płytki, aby ponownie zaszczepić pętlę. Teraz posmaruj ostatnią jedną trzecią płyty jak powyżej, uważając, aby unikaj już zabrudzonych pierwszej i drugiej trzeciej części talerza.

*Wysterylizuj pętlę po ostatnim smugi.

D. Wszechobecność mikroorganizmów

Mikroorganizmy są wszędzie. Laboratorium jest zamieszkane przez wiele różnych rodzajów drobnoustrojów, które znajdują się w powietrzu, na ławkach, na podłodze oraz na twojej odzieży i ciele. Ta wszechobecność mikroorganizmów jest jednym z powodów, dla których nauczyłeś się dobrych technik aseptycznych w częściach A, B i C tego ćwiczenia. Ta część ćwiczenia ma na celu dać ci wyobrażenie o rodzaju i liczbie drobnoustrojów obecnych w laboratorium. Istnieje również pewna dowolność, która pozwoli Ci zaspokoić ciekawość otaczających Cię mikroorganizmów. Na koniec będziesz musiał wyizolować jeden z gatunków bakterii uzyskanych w tym ćwiczeniu do wykorzystania w kolejnych dwóch ćwiczeniach.

1. Sprawdź, czy agar z części A zestalił się na twoich szalkach, ostrożnie przechylając szalki i szukając ruchu. Jeśli agar jest stały, możesz pracować z płytkami. Oznacz jedną płytkę na spodzie jako „kontrola sterylna”. Nigdy nie otwieraj tej płyty. Służy to do sprawdzenia, czy masz dobrą technikę aseptyczną podczas nalewania płytek.

2. Użyj jednej płytki, aby przetestować naturalne zanieczyszczenie artykułów w twoim otoczeniu. Oznacz to swoją „płytką testową” i źródłem „palec, telefon komórkowy itp.” Sugerowane eksperymenty to: lekko pocierając palcami (bez rękawiczek) powierzchnię agarową płytki, nazwij to „płytką testową, palcem”, lub otwierając szalkę na powietrze na 15-20 minut, lub kaszląc do szalki, lub delikatnie wycierając powierzchnię agaru przedmiotem z kieszeni lub plecaka. Możliwe jest również pobranie próbki z powierzchni, takiej jak blat stołu, podłoga, zlew, odzież lub skóra. Jeśli chcesz to zrobić, przetrzyj powierzchnię sterylnym wacikiem, a następnie posmaruj Cały agarową powierzchnię płytki za pomocą wacika. Użyj lekkiego dotyku. Waciki są pakowane pojedynczo i sterylne do momentu zanieczyszczenia ich wybranym przez siebie produktem. Upewnij się, że bawełniana końcówka wacika nie styka się z niczym innym niż testowaną powierzchnią. Wilgotny wacik najlepiej nadaje się do pobierania próbek z suchej powierzchni. Możesz zwilżyć wacik na powierzchni płytki z agarem odżywczym (w rogu), a następnie pobrać próbkę obszaru zainteresowania.

3. Pozostaw pozostałe dwie tabliczki nieopisane i nieotwarte na ławce, są to dodatkowe tabliczki, które TA może zebrać i wykorzystać na następnych zajęciach.

4. Pamiętaj o oznaczeniu dolnej części płytki próbek. Podaj swoje imię i nazwisko lub inicjały, sekcję laboratoryjną, datę, rodzaj podłoża (NA dla agaru odżywczego) i rodzaj próbki (źródło).

MI. Inkubacja

Aby mikroorganizmy mogły się rozwijać, potrzebują odpowiedniego środowiska. Jednym z najważniejszych parametrów środowiskowych wpływających na rozwój mikroorganizmów jest temperatura. Zostanie to omówione na wykładzie i będzie częścią późniejszego ćwiczenia. W przypadku większości organizmów używanych w tym laboratorium

30°C to dopuszczalna temperatura do wzrostu. Stałe temperatury wzrostu są utrzymywane przez inkubację kultur drobnoustrojów w pomieszczeniach kontrolowanych termostatycznie lub małych piecach zwanych inkubatorami.

1. Inkubuj wszystkie probówki z części B w inkubatorze 30°C. Upewnić się oznakowanie twojego tuby są jasne i kompletne. Umieść probówki w stojakach dostarczonych przez instruktora.

2. Inkubuj wszystkie płytki z części C i D w inkubatorze 30°C. Upewnić się etykietowanie twoich talerzy jest jasne i kompletne.

Ze względu na wysokie stężenie wody w podłożu agarowym podczas inkubacji na płytkach Petriego dochodzi do kondensacji wody. Gdyby płytki były inkubowane prawą stroną do góry, wilgoć prawdopodobnie ściekałaby z przykrycia na powierzchnię agaru i rozprzestrzeniała się. Zakłóciłoby to tworzenie pojedynczych kolonii i spowodowałoby zlewną masę wzrostu. Uniknąć tego, płytki Petriego są rutynowo odwracane (dolną stroną do góry) podczas inkubacji.

F. Obserwacja

Szczegółowe obserwacje są kluczem do wykonywania, zrozumienia i projektowania eksperymentów naukowych. Bystre oko i zwracanie uwagi na subtelne różnice pomogą Ci pomyślnie wypełnić arkusze raportów laboratoryjnych. Po inkubacji płytki i probówki należy obserwować pod kątem wzrostu drobnoustrojów. Zapisz swoje obserwacje na przedstawionych arkuszach raportów. To tylko przewodnik, możesz je modyfikować lub dodawać, jeśli uznasz to za konieczne. Pamiętaj, że te arkusze raportów stanowią Twój notatnik laboratoryjny i są podstawą do oceny i oceny laboratorium. Powinny być aktualizowane i zawsze przynoszone do laboratorium.

NIE WYRZUCAJ SWOICH PRÓBEK, DOPÓKI NIE MASZ PEWNOŚCI WYNIKI I JESTEŚ PEWNE, ŻE PRÓBKI NIE SĄ POTRZEBNE NA KOLEJNE? ĆWICZENIE.

Obejrzyj wideo 1: Techniki aseptyczne Zaszczepianie bulionu, probówek skośnych i kłujących

Obejrzyj wideo 1: Techniki aseptyczne Zaszczepianie probówek bulionowych, skośnych i kłutych. URL: https://youtu.be/nMoM8Ku5-8A

Obejrzyj wideo 2: Jak wykonać pasmo T dla izolowanych kolonii.

Obejrzyj wideo 2:Jak wykonać pasmo T dla izolowanych kolonii. Ten film został nakręcony w laboratoriach mikrobiologicznych w NC State. URL: https://youtu.be/NsQv7QOmdXo


Smużenie (mikrobiologia)

W mikrobiologii smuga to technika stosowana do izolacji czystego szczepu z jednego gatunku mikroorganizmu, często bakterii. Następnie można pobrać próbki z powstałych kolonii i hodować kulturę mikrobiologiczną na nowej płytce, aby można było zidentyfikować, zbadać lub przetestować organizm.

Nowoczesna metoda płytek smugowych rozwinęła się w wyniku wysiłków Roberta Kocha i innych mikrobiologów w celu uzyskania kultur mikrobiologicznych bakterii w celu ich badania. Metoda rozcieńczania lub izolowania metodą rozmazywania została po raz pierwszy opracowana przez Loefflera i Gaffky'ego w laboratorium Kocha, która polega na rozcieńczeniu bakterii poprzez systematyczne rozmazywanie ich na zewnętrznej stronie agaru na szalce Petriego w celu uzyskania izolowanych kolonii, które następnie urosną do ilości komórek lub izolowane kolonie. Jeśli na powierzchni agaru rosną mikroorganizmy, które są genetycznie takie same, kultura jest uważana za kulturę mikrobiologiczną.


Obejrzyj wideo: Aseptic Technique (Październik 2022).